اثر نوع تنظیم‌کننده رشد گیاهی و نوع ریزنمونه بر باززایی مستقیم درون‌شیشه‌ای گیاه بابونه آلمانی (Matricaria chamomilla L.)

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشیار، گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران

2 دانش‌آموخته کارشناسی ارشد، گیاهان دارویی، دانشکده کشاورزی دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران

3 استادیار، گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران

چکیده

پژوهش حاضر به­منظور شناسایی بهترین ترکیب تنظیم­کننده رشد و مناسب­ترین ریزنمونه بر باززایی در شرایط درون‌شیشه­ای بابونه آلمانی انجام گردید. در آزمایش اول، اثر تنظیم­کننده رشد بنزیل‌آمینو‌پورین در غلظت­های 8/8، 4/4، 2/2 و صفر (0) میکرومولار در ترکیب با تنظیم‌کننده رشد ایندول­استیک­اسید در چهار سطح 2/2، 1/1، 5/0 و صفر (0) میکرومولار بر باززایی مستقیم شاخساره از ریزنمونه نوک شاخه توده اصفهان بررسی شد. نتایج آنالیز داده­ها نشان داد که بیشترین و کمترین درصد باززایی (54/95 و 23/14 درصد) به‌ترتیب در محیط کشت موراشیگ و اسکوگ حاوی 4/4 میکرومولار بنزیل‌آمینو‌پورین و 2/2 میکرومولار ایندول استیک اسید و محیط کشت موراشیگ و اسکوگ بدون تنظیم‌کننده رشد مشاهده شد. سه نوع ریزنمونه مختلف (نوک شاخه، کوتیلدون و هیپوکوتیل) و تیمار تنظیم‌کننده رشدی بنزیل­آمینوپورین در چهار سطح (2/13، 8/8، 4/4 و صفر (0) میکرومولار) و تنظیم‌کننده رشد ایندول­استیک­اسید در دو سطح (1/1 و 2/2 میکرومولار) به‌منظور شناسایی شرایط بهینه پرآوری بابونه در شرایط  درون‌شیشه­ای بررسی گردید. در ریزنمونه نوک شاخه حداکثر درصد باززایی (87/93 درصد) در محیط حاوی 4/4 میکرومولار بنزیل‌آمینو­پورین در ترکیب با 2/2 میکرومولار ایندول­استیک­اسید و حداقل درصد باززایی (60/13درصد) در محیط موراشیگ و اسکوگ فاقد تنظیم‌کننده رشد بنزیل­آمینوپورین با غلظت 1/1 میکرومولار تنظیم‌کننده رشد ایندول‌استیک‌اسید مشاهده گردید. در سایر ریزنمونه­ها در محیط کشت‌های مختلف کالوس­زایی مشاهده گردید. بیش از 90 درصد گیاهچه­ها با پس از گذشت 1 ماه سازگار شدند.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Effect of plant growth regulators and explant type on direct in vitro shoot regeneration of Matricaria chamomilla L.

نویسندگان [English]

  • Bahman Hosseini 1
  • Elham Moradipour 2
  • Alireza Pirzad 3
  • Jafar Amiri 1
  • Elham Aminnezhad 2
1 Associate Professor, Department of Horticultural Science, Faculty of Agriculture, Urmia University, Urmia, Iran
2 Former M.Sc. Student, Department of Horticultural Science, Faculty of Agriculture, Urmia University, Urmia, Iran
3 Assistant Professor, Department of Horticultural Science, Faculty of Agriculture, Urmia University, Urmia, Iran
چکیده [English]

In order to find the best plant growth regulators combination and explants type on German chamomile regeneration under in vitro conditions, present study was performed. In first experiment, the effect of different benzyl amino pourin concentrations (8.8, 4.4, 2.2 and 0 µM) in combination with indole acetic acid (2.2, 1.1, 0.5 and 0 µM) on direct shoot regeneration from shoot tip explants of Isfahan genotypes were evaluated. The ANOVA results showed that the highest regeneration percentage (95.54%) and the lowest regeneration percentage (14.23) were observed on media supplemented with 4.4 µm benzyl amino pourin in combination with 2.2 µm indole acetic acid and MS free hormone respectively. The maximum mean number of shoots was obtained in on media containing benzyl amino pourin (4.4 µm) in combination with indole acetic acid (2.2 µm). In second experiment, in order to identify the optimum in vitro proliferation conditions of Matricaria Chamomilla, three various explants type (Shoot tip, Cotyledon and Hypocotyl) in different plant growth regulators combination of benzyl amino pourin (13.2, 8.8, 4.4 and 0 µM) and indole acetic acid (1.1 and 2.2 µM) were analyzed. ANOVA results revealed that highest regeneration percentage (93.87) was obtained in MS media supplemented with benzyl amino pourin (4.4 µM) and indole acetic acid  (2.2 µM) and in hypocotyl and cotyledon explants in different culture media callus were obtained. More than 90% of the regenerated plants were successfully acclimatized and transferred to the greenhouse.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Benzyl amino pourin
  • direct regeneration
  • german chamomile
  • indole acetic acid
  • shoot apical
  1. امیدبیگی ر (1387) رهیافت­های تولید و فرآوری گیاهان دارویی. جلد سوم. انتشارات آستان قدس رضوی. 400 صفحه.
  2. باقری ه. و آزادی پ (1381) کشت بافت گیاهی: تکنیک­ها و آزمایش­ها. چاپ اول، انتشارات جهاد دانشگاهی مشهد . 154 صفحه.
  3. علیزاده م (1390) بررسی فاکتورهای مؤثر در باززایی درون‌شیشه­ای گیاه زوفا (Hyssopus officinalis L.). پایان نامه کارشناسی ارشد. دانشگاه ارومیه.
  4. فارسی م. و ذولعلی ج (1384) بیوتکنولوژی گیاهی. انتشارات دانشگاه مشهد، 570 صفحه.
  5. مشایخی ک (1386) جنین‌زایی رویشی گیاهی. انتشارات فراغی. 483 صفحه.
  6. Adesoye A I, Okooboh G O, Akande S R, Balogun M O and Odu B O (2012) Effect of phytohormones and genotype on meristem and shoot tip culture of Telfairia occidentalis Hook F. Journal of Applied Biosciences. 49: 3415– 3424.
  7. Ashrafuzzaman M, Hossain M M, Razi Ismail, Shahidul Haque M, Shahidullah S M and Shahin Z (2009) Regeneration potential of seedling explants of chili (Capsicum annum). African Journal of Biotechnology. 8(4):591-596.
  8. Dhar U and Joshi M (2005) Efficient plant regeneration protocol through callus for Saussurea obvallata (DC) Edgew. (Asteraceae): effect of explant type, age and plant growth regulators. Plant Cell Reports.  24(4): 195-200.
  9. Dixon R A and Gonzales R A (1996) Handbook of Plant Tissue and Cell culture. Department of Botany, Mehta, A. R. MS. Univesity, BARODA. Plant Cell Culture.  800.
  10. Edwin R F and Paul D S (1984) Plant propagation by tissue culture. Handbook and Directory of commercial laboratories. Exegetics Ltd. Eversley, Basingstok, Hants. RG27OQY, England. 700.
  11. Faisal M and Anis M (2006) Thidiazuron induced high frequency axillary shoot multiplication in Psoralea corylifolia. Biologia Plantarum. 50(3): 437-440.
  12. Faraco F and Echeverrigaray S (2001) Micropropagation of Cunila galioides, a popular medicinal plant of south Brazil. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 64:1-4.
  13. Gamborg O L, Miller R A and Ojima K (1968) Nutrient requirements of suspension cultures of soybean root cells. Experimental Cell Research. 50: 151- 158.
  14. Gaspar TH, Kevers C, Penel C,Greppin H, Reid D M and Thorpe T A (1996) Plant hormones and plant growth regulators in plant tissue culture. In vitro Cellular and Developmental Biology Plant. 32 (4): 272-289.
  15. Husain M K and Anis M (2006) Rapid in vitro propagation of Eclipta alba (L.) Hassk by shoot tip culture. Journal of Plant Biochemistry and Biotechnology. 15(2): 147-149.
  16. Jahangir A, Iftekhar A, Akhtar Sh, Mizanur R, Anisuzzaman M and Mohammad Firoz A (2010) Micropropagation and antimicrobial activity of 'Operculina turpethum' (Syn. 'Ipomoea turpethum'), an endangered medicinal Plant. Plant Biology and Omics. 3(2): 40-46.
  17. Jayanthi M and Mandel P K (2001) Plant regeneration through somatic embryogenesis and RAPD analysis of regenerated plants in Tylophora indica (Burm. F. Merrill). In vitro Cellular and Developmental Biology Plant. 37(5): 576-580.
  18. Liu C Z, Murch S J, Demerdash M EL and Saxena P K (2003) Regeneration of the egyptian medicinal plant Artemisia judaica L. Plant Cell Reports. 21(6): 525-530.
  19. Meena M C, Meena R and Patni V (2010) High frequency plant regeneration from shoot tip explants of Citrullus colocynthis (Linn.) Schrad. An important medicinal herb. African Journal of Biotechnology. 9(31): 5037-5041.
  20. Meftahizade H, Moradkhani H, Naseri B, Lotfi M and Naseri A (2010) Improved in vitro culture and micropropagation of different Melissa officinalis L. genotypes. Medicinal of Plants Research. 4(3): 240-246.
  21. Murashige T and Skoog F (1962) A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum. 15: 473-497.
  22. Pavendan P and Rajasekaran C S (2011) Effect of different concentrations of plant growth Regulators for micropropagation of Eugenia singampattiana beddome endangered tree species. Research Journal of Botany. 6: 122-127.
  23. Rezaie A, Mohajeri D, Zarkhah A and Nazeri M (2012) Comparative assessment of Matricaria chamomilla and zink oxide on healing of experimental skin wounds on rats. Annals of Biological Research. 3(1): 550-560.
  24. Roberson D, Cristiane L, Francine L, Henrique K and Marguerite Q (2005) Plant regeneration from cotyledonary explants of Eucalyptus cammaldulensis. Agricultural Science. 62: 406-412.
  25. Robinson J Ph, Britto S J and Balakrishnan B (2009) Regeneration of plants through somatic embryogenesis in Emilia zeylanica C. B. clarke a potential medicinal herb. Botany Research International. 2(1): 36-41.
  26. Rout G R, Saxena C, Samantaray S and Das P (1999) Rapid clonal propagation of Plumbago zeylanica L. Plant Growth Regulators. 28: 1-4.
  27. Samatadze T E, Muravenko O, Popov K and Zelenin A (2001) Genome comparison of the Matricaria chamomilla L. varieties by the chromosome C- and OR- banding patterns. Caryologia. 54(4): 299-306.
  28. Seetharam Y N, Rajanna L N, Jyothishwaran G, Aravind B, Sharanabasappa  G and Mallikharjun P B (2007) In vitro shoot regeneration from leaf and nodal explants of Vernonia cinerea (L.) less. Indian Journal of Biotechnology. 6: 418-420.
  29. Sharma G and Nautiyal A R (2009) Influence of explants type and plant growth on In Vitro multiple shoots regeneration of a Laurel from Himalaya. Nature and Science. 7(9): 1-7.
  30. Sivanesan I and Jeong B R (2007) Micropropagation and in vitro flowering in pentanema indicum ling. Plant Biotechnology. 24(5): 527-532.
  31. Van Eck J M and Kitto S L (1992) Regeneration of peppermint and organ mint from leaf disks. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 30: 41-49.